Luận Văn Khảo sát tình hình nhiễm Chlamydophila psittaci trên gà tại Khánh Hòa

Đồ án tốt nghiệp năm 2012
Đề tài: Khảo sát tình hình nhiễm Chlamydophila psittaci trên gà tại Khánh Hòa


MỤC LỤC
LỜI CẢM ƠN i
MỤC LỤC .ii
DANH MỤC BẢNG .v
DANH MỤC HÌNH VẼ VÀ ĐỒ THỊ .vi
DANH MỤC CHỮ VIẾT TẮT .vii
LỜI MỞ ĐẦU .1
CHƯƠNG I:TỔNG QUAN TÀI LIỆU 3
1.1. Khái niệm và lịch sử bệnh Chlamydophilosis 3
1.2. Tổng quan về vi khuẩn Chlamydophila psittaci .4
1.2.1. Phân loại vi khuẩn Cp. psittaci .4
1.2.2. Hình thái vi khuẩn Cp. psittaci .4
1.2.3. Các tính chất sinh hóa vi khuẩn Cp. psittaci .6
1.2.4. Cấu trúc kháng nguyên vi khuẩn Cp. psittaci .6
1.2.5. Độc lực của vi khuẩn Cp. psittaci .8
1.2.6. Con đường lây nhiễm Cp. psittaci 9
1.3. Triệu chứng bệnh Chlamydophilosis 10
1.4. Bệnh tích bệnh Chlamydophilosis 11
1.5. Chẩn đoán bệnh Chlamydophilosis 12
1.5.1. Thu thập và xử lý mẫu 12
1.5.2. Quan sát trực tiếp bằng phương pháp nhuộm .13
1.5.3. Phân lập vi khuẩn Cp. psittaci 13
1.5.3.1. Phương pháp nuôi cấy tế bào 13
1.5.3.2. Phương pháp gây nhiễm vi khuẩn trên phôi gà 14
1.5.4. Phát hiện các kháng nguyên đặc hiệu cho vi khuẩn Cp. psittaci 14
1.5.5. Phát hiện các gen đặc hiệu cho vi khuẩn Cp. psittaci .14
1.5.6. Xét nghiệm huyết thanh học .16
1.5.7. Chẩn đoán phân biệt 17
iii
1.6. Điều trị bệnh Chlamydophilosis .17
1.7. Phòng bệnh Chlamydophilosis .19
1.8. Bệnh Chlamydophilosisở người 19
CHƯƠNG II: NỘI DUNG, NGUYÊN LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP NGHIÊN
CỨU 21
2.1. Đối tượng nghiên cứu .21
2.2. Nội dung nghiên cứu 21
2.3. Nguyên liệu nghiên cứu 21
2.3.1. Mẫu bệnh phẩm .21
2.3.2. Môi trường, hóa chất dùng trong nghiên cứu .21
2.3.3. Dụng cụ và thiết bị nghiên cứu .22
2.4. Phương pháp nghiên cứu 23
2.4.1. Phương pháp lấy mẫu ngoáy hầu họng ở gà .23
2.4.2. Phương pháp tách chiết DNA Cp. psittaci từ mẫu ngoáy hầu họng .23
2.4.2.1. KIT chiết tách DNA 23
2.4.2.2. Quy trình chiết tách DNA .23
2.4.3. Chuẩn hóa nested PCR phát hiện Cp. psittacitrong mẫu bệnh phẩm 24
2.4.3.1. Phương pháp xác định nhiệt độ gắn tối ưu của mồi 25
2.4.3.2. Phương pháp xác định tính đặc hiệu của mồi .25
2.4.4. Phương pháp nested PCR phát hiện gen omp1 .27
2.4.5. Phát hiện DNA: Phương pháp điện di trên gel agarose 29
CHƯƠNG III: KẾT QUẢ VÀ THẢO LUẬN 31
3.1. Chuẩn hóa phản ứng nested PCR .31
3.1.1. Xác định nhiệt độ gắn tối ưu của mồi .31
3.1.2. Xác định tính đặc hiệu của mồi .35
3.2. Kết quả khảo sát tình hình nhiễm Cp. psittacitrên gà tại Khánh Hòa .37
3.2.1. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittacitheo độ tuổi của gà .41
3.2.2. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittacitheo loại gà .43
iv
3.2.3. Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittacitheo phương thức
chăn nuôi .44
CHƯƠNG IV: KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ 46
4.1. Kết luận 46
4.2. Kiến nghị 46
DANH MỤC TÀI LIỆU THAM KHẢO
PHỤ LỤC
v
DANH MỤC BẢNG
Bảng 1.1.Các serovar của Chlamydophila psittaci 8
Bảng 2.1.Thành phần bộ kít tách chiết QIAamp DNA Mini Kit 22
Bảng 2.2.Trình tự mồi dùng cho phản ứng nested PCR 28
Bảng 2.3.Thành phần của một phản ứng nested PCR .28
Bảng 3.1.Nhiệt độ nóng chảy của các cặp mồi 31
Bảng 3.2.Kết quả xác định nhiệt độ gắn thích hợp của cặp mồi xuôi và cặp
mồi ngược 34
Bảng 3.3.Tổng hợp kết quả PCR các mẫu thu được tại hai địa điểm Ninh Hòa
và Cam Lâm (Khánh Hòa) .40
Bảng 3.4.Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo độ tuổi của gà 42
Bảng 3.5.Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo loại gà 43
Bảng 3.6.Tỷ lệ mẫu ngoáy hầu họng gà nhiễm Cp. psittaci theo phương thức
chăn nuôi 44
vi
DANH MỤC HÌNH VẼ VÀ ĐỒ THỊ
Hình 1.1.Ảnh chụp hiển vi điện tử về sự lan truyền của vi khuẩn
Chlamydophila psittacidạng thể vùi (INCLUS) trong các tế bào
L929 được gây nhiễm. .5
Hình 2.1.Sơ đồ minh họa vị trí gắn hai cặp mồi Cp1-F, Cp1-R, Cp2-F và
Cp2-R trên gen omp1 của vi khuẩnChlamydophila psittaci .28
Hình 3.1.Kết quả điện di gradient PCR gen omp1 của vi khuẩn
Chlamydophila spp. sử dụng cặp mồi Cp1-F và Cp1-R với nhiệt độ
bắt cặp dao động trong khoảng Ta = 48-58
0
C .32
Hình 3.2. Kết quả điện di gradient PCR gen omp1 của vi khuẩn
Chlamydophila spp. sử dụng cặp mồi Cp2-F và Cp2-R với nhiệt độ
bắt cặp dao động trong khoảng Ta = 50-62
0
C .33
Hình 3.3.Kết quả chạy PCR xác định tính đặc hiệu của cặp mồi ngoài Cp1-F
và Cp1-R 35
Hình 3.4.Kết quả chạy PCR xác định tính đặc hiệu của cặp mồi trong Cp2-F
và Cp2-R 37
Hình 3.5.Kết quả chạy PCR1 của 29 mẫu ngoáy hầu họng (1-29) thu tại thị
xã Ninh Hòa, tỉnh Khánh Hòa .38
Hình 3.6.Kết quả chạy PCR1 của 35 mẫu ngoáy hầu họng (30-64) thu tại
huyện Cam Lâm, tỉnh Khánh Hòa .39
Hình 3.7.Kết quả chạy PCR2 các mẫu dương tính với PCR1 (3,4, 7, 9, 11,
13, 18 và 26) 40
Hình 3.8. Kết quả PCR2 các mẫu dương tính với PCR1 (30, 37, 38, 41, 45,61,
63 và 64) 41
vii
DANH MỤC CHỮ VIẾT TẮT
Kí hiệu Chữ viết tắt
ppm part per million
DNA Deoxyribonucleic acid
RNA Ribonucleic acid
PCR Polymerase chain reaction
µl microlitre
opt optimum
T Temperature
P-value Trị số thống kê
VD variable domain
LD Leading peptide
MOMP Major outer membrane protein
1
LỜI MỞ ĐẦU
Chăn nuôi gà là nghề chăn nuôi có truyền thống lâuđời và chiếm vị trí quan
trọng thứ hai (sau chăn nuôi lợn) trong toàn ngành chăn nuôi của Việt Nam. Theo
Trần Công Xuân (2008), ngành chăn nuôi gà cung cấp khoảng 350-450 ngàn tấn thịt
và hơn 2,5-3,5 tỷ quả trứng hàng năm. Chăn nuôi gà chiếm 72-73% trong tổng số
đàn gia cầm hàng năm (Quyết định của Thủ tướng Chính phủ số 10/2008/QĐ-TTg
ngày 16/01/2008).
Mỗi năm ngành chăn nuôi gà đã sản xuất một khối lượng thịt hơi chiếm
khoảng 14- 15% trong tổng khối lượng thịt hơi các loại (thịt lợn chiếm 75-76%).
Theo số liệu của Tổng Cục thống kê năm 2003, sản lượng thịt, trứng gà đạt cao
nhất; khối lượng thịt gà là 271,7 ngàn tấn và số lượng trứng là 3,5 tỷ quả. Năm
2004, do dịch cúm xảy ra, ngành chăn nuôi gà bị thiệt hại lớn, sản lượng sản phẩm
thịt, trứng đều giảm sút. Tính đến 1/8/2004 khối lượng thịt 231 ngàn tấn (bằng
84,89% của năm 2003), sản lượng trứng đạt 2,8 tỷ quả (bằng 81,27% của năm
2003). Theo số liệu tính quay vòng, năm 2005 sản lượng thịt đạt 453,6 ngàn tấn, sản
lượng trứng đạt 2,87 tỷ quả. Năm 2006, do ảnh hưởngcủa dịch cúm gia cầm sản
lượng thịt, trứng giảm hơn năm 2005 (thịt gà đạt 538,9 ngàn tấn, trứng đạt 2,4 tỷ
quả) (Trần Công Xuân, 2008).
Chăn nuôi gà phát triển mạnh, nhất là vùng Đồng bằng sông Hồng, Đồng
bằng sông Cửu Long và Đông Bắc. Sản lượng đầu con của các vùng này năm 2003
tương ứng là 50,13; 34,58 và 26,57 triệu con, chiếm60% đàn gà của cả nước. Các
vùng phát triển tiếp theo là Đông Nam Bộ và Bắc Trung Bộ, chiếm 26%, các vùng
có sản lượng thấp nhất là Tây Bắc và Tây Nguyên, chỉ chiếm từ 4-5% về số lượng
đầu con.
Do phương thức chăn nuôi nhỏ lẻ, thả rông, buôn bán, giết mổ phân tán,
không đảm bảo an toàn sinh học nên dịch bệnh vẫn thường xuyên xảy ra, gây tổn
thất lớn về kinh tế. Các bệnh thường gặp là: Niucátxơn Gumbôrô, Tụ huyết trùng
2
Trong đó, tỷ lệ gà bị bệnh Niucátxơn từ 40-53%, bệnh Gumbôrô 27-32%, tụ huyết
trùng 14-15%. Theo số liệu điều tra của viện Chăn nuôi quốc gia, tỷ lệ chết từ khi
nở ra cho đến lúc trưởng thành của đàn gà nuôi thả rông là 47%; chi phí thuốc thú y
trị bệnh lên đến 10-12% giá thành (Trần Công Xuân, 2008). Chăn nuôi gà nông hộ
vẫn bấp bênh, ngành chăn nuôi gà phát triển không bền vững.
Khánh Hòa là một tỉnh thành có ngành chăn nuôi khá phát triển, đặt biệt là
chăn nuôi gà. Tuy nhiên, đặc điểm khí hậu và các điều kiện tự nhiên thường thuận
lợi cho sự phát triển của nhiều dịch bệnh, trong đóbệnh Chlamydophilosis doCp.
psittaci gây ra là một bệnh đáng quan tâm. Hiện nay ở nước ta chưa có những báo
cáo nào liên quan đến vi khuẩnChlamydophila psittaci và bệnh Chlamydophilosis
do chúng gây ra. Tuy nhiên do đặc điểm bệnh lây lan nhanh và nguy hiểm ở cả gia
cầm và người nên bệnh có thể bùng phát gây thiệt hại cho người chăn nuôi cũng
như ảnh hưởng tới sức khỏe cộng đồng. Nhằm hiểu biết thêm về tình hình nhiễm
bệnh Chlamydophilosis do vi khuẩn Chlamydophila psittaci gây ra trên gà tại nội
tỉnh Khánh Hòa, chúng tôi tiến hành đề tài: “Khảo sát tình hình nhiễm
Chlamydophila psittaci trên gà tại Khánh Hòa”.
Mục tiêu của đề tài là đánh giá tình hình nhiễm Cp. psittacitrên gà ở mọi
lứa tuổi tại tỉnh Khánh Hòa.
Nội dung nghiên cứu của đề tài bao gồm:
- Chuẩn hóa phản ứng PCR phát hiện Cp. psittacitrong mẫu bệnh phẩm.
- Xác định tỷ lệ nhiễm Chlamydophila psittaci trên gà theo các chỉ tiêu về độ
tuổi, loại gà và phương thức chăn nuôi.
3
CHƯƠNG I: TỔNG QUAN TÀI LIỆU
1.1. Khái niệm và lịch sử bệnh Chlamydophilosis
Bệnh Chlamydophilosis (Chlamydiosis)trên gia cầm do vi khuẩn
Chlamydophila psittaci (Cp. psittaci) gây ra. Bệnh được phát hiện lần đầu tiên trên
Vẹt và được gọi là “bệnh sốt vẹt” (psittacosis) vào những năm 1929-1930. Trong
khoảng thời gian này, bệnh được chú ý trên phạm vi toàn thế giới khi xuất hiện trên
các đối tượng gia cầm ở 12 quốc gia. Tại Mỹ, người ta cho rằng bệnh lây lan do Vẹt
rừng Amazon vùng Nam Mỹ. Năm 1931, các điều lệ gắt gao đã được thực hiện
nhằm hạn chế việc nhập khẩu vẹt từ các nước nhiệt đới. Suốt thời gian này,
Leventhal, Cole và Lillie độc lập quan sát các thể ái kiềm rất nhỏ trong mô của
chim và người bị nhiễm bệnh và cho rằng chính các thể này là tác nhân gây bệnh.
Mối quan hệ giữa các thể ái kiềm và nguyên nhân gâybệnh Chlamydophilosiscuối
cùng cũng được thiết lập bởi Bedson và Bland (Meyer, 1965).
Năm 1939, vi khuẩn Cp. psittaciphân lập được từ bồ câu tại Nam Phi và
California (Mỹ). Cũng tại thời điểm này, bệnh do Cp. psittaci xuất hiện trên hai
người dân New York (Mỹ) sau khi có tiếp xúc với bồ câu hoang dã nhiễm bệnh.
Năm 1942, kết quả khảo sát huyết thanh cho thấy vịtvà gà tây là loài vật nhiễm Cp.
psittaci với tỉ lệ cao nhất. Hơn nữa, những người ở California và New York (Mỹ)
tiếp xúc với vịt, gà tây nhiễm bệnh đều cho kết quảdương tính với kháng thể kháng
Cp. psittaci.Đầu những năm 1950, vi khuẩn Cp. psittaciphân lập được từ gà tây và
người có tiếp xúc với gà tây nhiễm bệnh tại các trang trại chăn nuôi lớn ở Mỹ.
Thống kê cho thấy số lượng các loài gia cầm bị nhiễm bệnh tăng nhanh và hiện nay
có trên 400 loài chim thuộc hơn 21 bộ chim bị nhiễmbệnh (Andersen và
Vanrompay, 2008).
Bệnh do Cp. psittacilại bùng phát trên gà tây tại Mỹ vào những năm 1980,
tại châu Âu vào những năm 1990 (Vanrompay và cs., 1993b; Ryll và cs., 1994). Tại
Bỉ, bệnh do Cp. psittacixảy ra thường xuyên trên gà tây tại các trại nuôi công
4
nghiệp (Van Loock và cs., 2005; Verminnen và cs., 2006). Gần đây, số ca bệnh
Chlamydophilosistrên vịt và người tiếp xúc với vịt nhiễm bệnh gia tăng (Andersen
và Vanrompay, 2008; Laroucau và cs., 2009).
1.2. Tổng quan về vi khuẩn Chlamydophila psittaci
1.2.1. Phân loại vi khuẩn Cp. psittaci
Trước đây giống Chlamydia(C.) gồm có 4 loài là C. trachomatis, C. psittaci,
C. pneumoniae, và C. pecorum. Tuy nhiên, lượng dữ liệu về các trình tự DNA mới
của chúng trở nên nhiều hơn nên Everett và cộng sự đã thiết lập lại hệ thống phân
loại dựa trên mối quan hệ về mặt di truyền và đề xuất hệ thống loại mới vào năm
1999. Theo ông và cộng sự, vi khuẩn Cp. psittaci thuộc họ Chlamydiaceae. Họ
Chlamydiaceae được xác định là có 2 giống và gồm 9 loài (Everett và cs., 1999a):
ã Giống Chlamydia(C.) gồm các loài C. trachomatis(gây bệnh ở người), C.
suis(gây bệnh ở lợn) và C. muridarum (gây bệnh ở chuột).
ã Giống Chlamydophila (Cp.) gồm các loài Cp. psittaci (gây bệnh trên gia
cầm), Cp. felis (gây bệnh cho mèo), Cp. abortus (gây bệnh trên bò, dê, cừu),
Cp. caviae (gây bệnh trên chuột lang), Cp. pneumoniae (gây bệnh cho người)
và Cp. pecorum(gây bệnh trên động vật nhai lại).
1.2.2. Hình thái vi khuẩn Cp. psittaci
Vi khuẩn Cp. psittaci là cầu khuẩn gram âm, sống ký sinh trong tế bào vật
chủ. Thành tế bào của Cp. psittaci không có lớp peptidoglycan. Trong tế bào vật
chủ, vi khuẩn Cp. psittaci thường tồn tại ở 3 dạng riêng biệt về mặt hình thái(hình
1.1):
- Thể trung gian hay thể sơ cấp (elementary bodies - EB),
- Thểmắc lưới không gây nhiễm (non-infectious reticulate bodies - RB)
- Thể trung cấp (intermediate bodies- IB).


DANH MỤC TÀI LIỆU THAM KHẢO
TIẾNG VIỆT
1. Trần Công Xuân, 2008. Phát triển chăn nuôi gia cầm bền vững trong chiến
lược phát triển chăn nuôi đến năm 2020. Hiệp hội chăn nuôi gia cầm Việt
Nam.
2. Quyết định số 10/2008/QĐ-TTg ngày 16/01/2008 của Thủ tướng Chính phủ:
Chiến lược phát triển chăn nuôi đến năm 2020.
TIẾNG ANH
1. Andersen, A.A., 1991. Serotyping of Chlamydia psittaciisolates using
serovar-specific monoclonal antibodies with the microimmunofluorescence
test. J. Clin. Microbiol., 29(4), pp 707-711.
2. Andersen, A.A., 1996. Comparison of pharyngeal, fecal, and cloacal samples
for the isolation of Chlamydia psittaci from experimentally infected
cockatiels and turkeys. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 8, pp
448-450.
3. Andersen, A. A., 1998. Chlamydiosis. In D. E. Swayne, J. R. Glisson, M. W.
Jackwood, J. E. Pearson, W. M. Reed (eds.). A Laboratory Manual for the
Isolation and Identification of Avian Pathogens, 4th Ed. American
Association of Avian Pathologists, University of Pennsylvania, New Bolton
Center: Kennett Square, PA, pp 81-88.
4. Andersen, A. A., 2000. Avian chlamydiosis. In Manual of standards for
diagnostic tests and vaccines, Office Internationaldes Epizooties (OIE), 4th
Ed. OIE, Paris, France, pp 679-690.
5. Andersen, A.A. and Vanrompay, D., 2008. Avian Chlamydiosis (psittacosis,
ornithosis). In: Saif YM (Ed.) Diseases of Poultry (12
th
), edited by Said,
Y.M., Iowa State University Press, pp 863-876.
6. Arizmendi, F. and Grimes, J.E., 1995.Comparison of the Gimenez staining
method and antigen detection ELISA with culture fordetecting Chlamydiae
in birds. J. Vet. Diagn. Investig,7, pp 400-401.
7. Biendl, A., 1992. Chlamydia psittaci Diagnostik bei Psittaciformes:
Schnelltest zum Antikorpernachweis mittels Latex- Agglutination bzw. Zum
Antigen-nachweis mittels eines kommerziellen Latextestes (Clearview
Chlamydia). Veterinar Dissertation, Ludwig Maximillian University,
Munchen, Germany.
8. Billington, S., 2005. Clinical and zoonotic aspectsof psittacosis. In Pract. 27,
pp 256-263.
9. Brade, H., Brade, L. and Nano, F.E., 1987. Chemicaland serological
investigations on the genus-specific lipopolysaccharide epitope of
Chlamydia. Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 84(8), pp
2508 - 2512.
10. Everett, K. D. E. and Andersen, A. A., 1999a. Identification of nine species
of the Chlamydiaceae using PCR-RFLP. International Journal of Systematic
Bacteriology, 49, pp 803-813.
11. Everett, K.D., Bush, R.M. and Andersen, A.A., 1999b. Emended description
of the order Chlamydiales, proposal of Parachlamydiaceae fam. nov. and
Simkaniaceae fam. nov., each containing one monotypic genus, revised
taxonomy of the family Chlamydiaceae, including a new genus and five new
species, and standards for the identification of organisms. Int J Syst
Bacteriol., 49(2), pp 415-440.
12. Everett, K.D.E., Hornung, L. J. and Andersen, A. A., 1999c. Rapid detection
of the Chlamydiaceae and other families in the Order Chlamydiales: Three
PCR Tests. Journal of Clinical Microbiology, 37(3), pp 575-580.
13. Fenga, C., Cacciola, A., Di Nola, C., Calimeri, S.,Lo Giudice, D., Pugliese,
M., Niutta, P.P. and Martino, L.B., 2007. Serologicinvestigation of the
prevalence of Chlamydophila psittaci in occupationally-exposed subjects in
eastern Sicily. Ann Agric Environ Med,14(1), pp 93-96.
14. Ferreri, A.J., Guidoboni, M., Ponzoni, M., De Conciliis, C., Dell'Oro, S.,
Fleischhauer, K., Caggiari, L., Lettini, A.A., Dal Cin, E., Ieri, R., Freschi,
M., Villa, E., Boiocchi, M. and Dolcetti, R., 2004.Evidence for an
association between Chlamydia psittaci and ocular adnexal lymphomas.J
Natl Cancer Inst.,96(8), pp 586-594.
15. Geens, T., Dewitte, A., Boon, N. and Vanrompay, D.,2005. Development of
a Chlamydophila psittaci species-specific and genotype-specific real-time
PCR.Vet Res.,36(5-6), pp 787-797.
16. Geigenfeind, I., Vanrompay, D. and Haag-Wackernagel, D., 2011.
Prevalence of Chlamydia psittaciin the feral pigeon population of Basel,
Switzerland. Med Microbiol jmm., pp 025-034.
17. Gerlach, H., 1994. Chlamydia. In B. W. Ritchie, G. J. Harrison, and L. R.
Harrison (eds.). Avian medicine, principles and applications. Wingers
Publishing: Lake Worth, FL, pp 984-996.
18. Gerlach, H., 1999. Chlamydia, In: Ritchie, B.W., Harrison, G.J., Harrison,
L.R. (Eds.) Avian Medicine: Principles and Application. HBD International
Inc, Delray Beach Florida, pp 984-996.
19. Gimenez, D. F., 1964. Staining Rickettsiae in yolksack cultures. Stain
Technology,39, 135–140.
20. Grimes, J. E., 1985. Enigmatic psittacine chlamydiosis: Results of
serotesting and isolation attempts, 1978 through 1983, and considerations for
the future. Journal of the American Veterinary Medical Association, 186, pp
1075-1079.
21. Grimes, J. E. and Page, L. A., 1978. Comparison of direct and modified
direct complement-fixation and agar-gel precipitin methods in detecting
chlamydial antibody in wild birds. Avian Diseases, 22, pp 422-430.
22. Grimes, J. E., Grumbles, L. C. and Moore, R. W., 1970. Complement-fixation and hemagglutination antigens from a chlamydial (ornithosis) agent
grown in cell cultures. Canadian Journal of Comparative Medicine, 34, pp
256-260.
23. Haag-Wackernagel, D., 2005. Feral pigeons (Columba livia) as potential
source for human ornithosis. In: Cevenini, R., Sambri, V., (eds) Proceedings
of the 3
rd
workshop; Diognosis and Pathogenosis of Animal Chlamydioses,
Siena, Italy, pp 15-16.
24. Hall, C. F., Glass, S. E., Grimes, J. E. and Moore,R. W., 1975. An epidemic
of ornithosis in Texas turkeys in 1974. Southwestern Veterinarian, 28, pp 19-21.
25. Harkinezhad, T., Verminnen, K., Van Droogenbroeck, C. and Vanrompay,
D., 2007. Chlamydophila psittacigenotype E/B transmission from African
grey parrots to humans.J Med Microbiol.,56 (Pt 8), pp 1097-1100.
26. Herring, A. J., McClenaghan, M. and Aitken, I. D., 1986. Nucleic acid
techniques for strain differentiations and detection of Chlamydia psittaci. In
D. Oriel, G. Ridgeway, J. Schachter, D. Taylor-Robinson, and M. Ward
(eds.). Chlamydial Infections. Cambridge UniversityPress: Cambridge,
England, pp 578-580.
27. Hewinson, R. G., Rankin, S. E. S., Bevan, B. J., Field, M. and Woodward,
M. J., 1991. Detection of Chlamydia psittacifrom avian field samples using
the PCR. Veterinary Record,128, pp 129-130.
28. Ito, I., Ishida, T,, Mishima, M., Osawa, M., Arita,M., Hashimoto, T. and
Kishimoto, T., 2002. Familial cases of psittacosisdata:image/png;base64,iVBORw0KGgoAAAANSUhEUgAAAAEAAAABAQMAAAAl21bKAAAAA1BMVEXh5PJm+yKVAAAAAXRSTlMAQObYZgAAAApJREFUCNdjYAAAAAIAAeIhvDMAAAAASUVORK5CYII=" class="mceSmilieSprite mceSmilie7" alt=":p" title="Stick Out Tongue :p">ossible person-to-person
transmission. Intern Med., 41(7), pp 580-583.
29. Johnston, W. B., Eidson, M., Smith, K. A., and Stobier- ski, M. G., 2000.
Committee of the National Association of State Public Health Veterinarians.
Compendium of measuresto control Chlamydophila psittaci infection among
Humans (Psittacosis) and Pet Birds (Avian Chlamydiosis). Morbidity and
mortality Weekly Report, 49 (RR-8), pp 3-17.
30. Kauffold, J., Melzer, F., Henning, K., Schulze, K.,Leiding, C. and Sachse,
K., 2006. Prevalence of chlamydiae in boars and semen used for artificial
insemination. Theriogenology, 65, pp 1750-1758.
31. Kingston, R. S., 1992. Evaluation of the Kodak SureCell
7
Chlamydiatest kit
in companion birds. Journal of the Association of Avian Veterinarians, 6, pp
155-157.
32. Laroucau, K., Mahe, A. M.,Bouillin, C., Deville, M., Gandouin, C.,. Touati,
F., Guillot, J. and Boulouis, H. J., 2005. Health status of free- living pigeons
in Paris. In: Cevenini, R., Sambri, V., (eds) Proceedings of the 3
rd
workshop;
Diognosis and Pathogenosis of Animal Chlamydioses, Siena, Italy, pp 17-18.
33. Laroucau, K., de Barbeyrac, B., Vorimore, F., Clerc, M., Bertin, C.,
Harkinezhad, T., Verminnen, K., Obeniche, F., Capek, I., Bébéar, C.,
Durand, B., Zanella, G., Vanrompay, D., Garin-Bastuji, B. and Sachse, K.,
2009. Chlamydial infections in duck farms associated with human cases of
psittacosis in France. Vet Microbiol.,135, pp 82-89.
34. Ley, D. H., Flammer, K. and Cowen, P., 1993. Performance characteristics
of diagnostic tests for avian chlamydiosis.Journal of the Association of
Avian Veterinarians, 7, pp 102-107.